Как производить порошок ксилитола методом ферментации?

Xylitol является важным функциональным полигидрическим спиртом- да. Ксилитол не требует инсулина для метаболизации в организме, не повышает уровень сахара в крови после потребления, и может быть использован в диабетических пищевых продуктах. Не ферментируется микроорганизмами во рту, что препятствует развитию кариеса. Ксилитол может также использоваться в качестве источника энергии для парентерального питания. Именно благодаря этим функциональным свойствам ксилитол широко используется в пищевой и фармацевтической промышленности.

Существуют три метода производства ксилитола: экстракция, химический синтез и биосинтез. В настоящее время в промышленном производстве используется главным образом химический синтез. Метод биосинтеза использует редуктазный фермент в микроорганизмах для производства ксилитола, что может эффективно снизить себестоимость производства ксилитола. Метод ферментации является перспективным методом производства, который не только имеет потенциал для устранения 13. Ксилозаочистки шаг, но и упрощает xylitol разделения шаг. Ферментативный синтез ксилитола является непрерывным и эффективным методом производства, достигаемым за счет метаболического баланса редукционного коэффициента коэнзима ксилозы. Статья посвящена методу ферментации производства ксилитола и факторам, влияющим на производство.

1 микроорганизмы для ферментации производства ксилитола

1.1 бактерии (1)

Только несколько бактерий могут производить xylitol, такие как Enterobacter сжижения, Myobactenum smegmatis, и Corynebacterium sp. Виды, такие как M. Smegmatis имеет высокую способность конвертировать xylose в xylitol, со скоростью преобразования до 70%. Когда Escherichia coli ферментируется в среде с начальной концентрацией xylose 100 г/л, производительность xylitol достигает 0,35 г /(л · ч).

Большинство бактерий содержат изомеры xylose, фермент, который преобразует xylose в xylulose. Xylulose далее фосфорилируется до 5- фосфод -xyulose с помощью Xylulose kinase, а затем поступает в путь пентозы фосфата или преобразуется в 3- фосфоглицерат и ацетилфосфат в результате действия Xylulose 5- фосфокетолазы. Штамм рода Bacillus может метаболизировать xylitol, и эти штаммы могут иметь фермент редокс системы, которая сосуществует с или заменяет роль изомера xylose. Эта система может уменьшить xylose до xylitol, который затем дополнительно окисляется до xylulose. Ксилитол является лишь промежуточным продуктом бактериального метаболизма.

1.2 формы

Некоторые формы также могутФермент xylose для производства xylitol- да. В среде, содержащей ксилозу, некоторые филейные грибы, такие как пенициллий, аспергилл, ризопус, коллитотрихум, быссохламы или нейроссора SPP., могут вызывать низкие концентрации ксилола. Xylitol (<) 1 г/л был обнаружен через 2 дня аэробного культивирования штамма фузариума xysporum в среде с начальной концентрацией xylose 50 г/л. Штамм petromyces albertensis достиг концентрации 39,8 г/л xylitol и 2,8 г/л xylulose после 10 дней обработки в среде с начальной концентрацией xylose 100 г/л.

1.3 дрожжи

Среди микроорганизмов дрожжи имеют относительно превосходную способность преобразования xylose для производства xylitol. Дрожжи в роду Candida, такие как C. guilliermondii, C. tropicalis, C. mogii, и C. паразитоз, имеют сильную способность конвертировать xylose. Другие дрожжи с высокой способностью преобразования включают

(1) род Debaryomyces, такие как D. hansenii

2. Род пахисолен, например, p. tannophilus

3. Род saccharomyces

4. Род schyzosaccharomyces

2. Процесс ферментации для производства ксилитола

Процесс производства ксилитола путем микробной ферментации является следующим:

2. Факторы, влияющие на процесс ферментации при производстве ксилитола

2.1 скорость аэрации

В некоторых дрожжевых клетках аэродирование стимулирует перенос сахара. Многие штаммы, такие как Candida, Hanesula, Kluyveromyces и Pichia требуют кислорода для поглощения сахара. Аэробное культивирование увеличивает преобразование ксилозы в ксилол, поскольку производство ксилола непосредственно связано с увеличением биомассы и в значительной степени зависит от потребления кислорода. Некоторые микроорганизмы способны производить ксилитол в микроаэробных условиях. Изучая способность к. гиллермондии производить ксилол из ксилозы и негемицеллюлозных сахаров в микроаэробных условиях, ферментация ксилозы привела к тому, что коэффициент преобразования ксилола составил 0. 63 г/г урожайности ксилитола и следовых количеств этанола, в то время как другие сахара были преобразованы в этанол и биомассу. Штаммы Debaromyces hansenii требуют полуаэробных условий для производства xylitol, так как сокращенный аденозин дифосфат коэнзим, накопленный в аэробных условиях, полностью реокисляется, что приводит к реконверсии производимого xylitol в xylulose.

В целом, поддержание определенной скорости аэрации может увеличить скорость преобразования ксилитола, а небольшая скорость аэрации полезна для производства ксилитола. Однако при выращивании штаммов Pichia stipitis выход ксилитола тесно связан с нехваткой растворенного кислорода, в то время как коэффициент преобразования ксилитола штаммов Pichia tannophilus выше при ограниченных или анаэробных условиях. C. тропикалис может аккумулировать ксилитол в ограниченных кислородных условиях. При использовании штаммов дрожжей с надph coenzyme для xylose редуктазы, содержание кислорода должно контролироваться, чтобы избежать истощения xylitol. В условиях низкого содержания кислорода относительно высокие внутриклеточные концентрации надph и надh ускоряют реакцию на уменьшение ксилозы и накопление ксилитола. В этом случае надх не может быть окислена до NAD+, что приводит к повышению соотношения надх /NAD+ и, следовательно, препятствует активности ксилитол-дегидрогеназы, которая использует NAD+ в качестве кофермента, чтобы предотвратить окисление ксилитола. В таблице 1 приводится краткая информация о воздействии аэрации на деятельность xylose редуктазы и xylitol dehydrogenase.

Для эффективного производства ксилитола первым соображением является быстрое накопление микробных клеток в среде, которые могут быть решены растворенным кислородом в среде. Однако, поскольку производство ксилитола требует аноксических условий, поддержание высокого уровня растворенного кислорода в среде на протяжении всего процесса культуры приведет к повторному окислению ксилитола до ксилулозы. Поэтому необходимо поддерживать высокий уровень растворенного кислорода на раннем этапе культуры, а затем снизить скорость дыхания микроорганизмов в период производства ксилитола.

2.2 концентрация Xylose

Концентрация ксилоза в культуре значительно влияет на производство ксилола. Без увеличения скорости аэрации, увеличение уровня концентрации xylose приведет к снижению темпов роста, что указывает на то, что слишком высокая концентрация xylose будет препятствовать росту клеток. Более высокая начальная концентрация xylose благоприятна для производства xylitol осмотолерантными микроорганизмами. Низкая концентрация xylose приведет к снижению коэффициента преобразования, поскольку при низких концентрациях часть источника углерода будет использоваться для роста клеток, что позволит сократить объем xylose, имеющийся для преобразования. В целом, при пакетных процессах увеличение начальной концентрации сахара может увеличить производительность и коэффициент преобразования, если микроорганизмы могут выдерживать высокие концентрации сахара и высокое осмотическое давление.

Максимальная скорость роста штамма C. guillemondii достигла максимума при начальной концентрации xylose 20-50 г/л. Исследования штамма C. mogii показали, что первоначальная концентрация xylose, при которой μmax достигла максимума, составляла от 5 до 10 г/л. Начальная концентрация xylose увеличилась со 100 г/л до 150 г/л, а культурирование C. тропикалис, рост клеток был сильным, а производительность xylitol увеличилась с 1,78 г /(л · ч) до 2,44 г /(л · ч). В процессе ферментации штаммов, таких как P. tannophilus, C. tropicalis и C. guilliermondii, оптимальные первоначальные концентрации xylose составляли соответственно 60, 200, 100 и 200 г/л. Когда начальная концентрация xylose была увеличена в 5 раз, коэффициент преобразования продукции увеличился в 5,5 раза, а также улучшено среднее потребление единицы и синтез продуктов. Штамм P. tannophilus накапливает ксилол в концентрациях выше 10 г/л. Более низкие концентрации ксилоза (5-8 г/л) и выращивание fed- партии являются более благоприятными для производства этанола и менее благоприятными для производства ксилола. Таннофил и пивные дрожжи (S. cerevisiae) штамм, производство xylitol увеличивается с увеличением концентрации xylose. Влияние первоначальной концентрации ксилоза на производство ксилола показано на рис. 2. Как видно, существует ингибиторный эффект при начальной концентрации xylose 150-200 г/л, в зависимости от штамма дрожжей и условий работы.

При низких концентрациях ксилоза и низкой скорости аэрации концентрация клеток будет низкой. В этих условиях можно начать производство ксилитола на ранней стадии клеточной культуры. При более высоких концентрациях ксилоза и более высоких темпах аэрации концентрация клеток является высокой, а производство ксилола также высоким.

Когда первоначальная концентрация ксилоза варьировалась от 10 г/л до 300 г/л, был изучен допуск по кадиде гиллермондии. Было установлено, что увеличение концентрации сахара ускорило производство xylitol, а скорость преобразования xylitol возросла с увеличением xylose в среде. Когда концентрация xylose была увеличена до 300 г/л, коэффициент преобразования xylitol достиг значения 0. 75 г/г, достигнув 82,6% от теоретической скорости преобразования. Выход xylitol достиг максимума при концентрации xylose 200 г/л, в то время как производительность xylitol была в 2,4 раза выше, чем при концентрации xylose 10 г/л. В отличие от производства xylitol, увеличение концентрации xylose препятствовало росту клеток. Темпы роста клеток достигли пика при концентрациях xylose от 20 г/л до 50 г/л. При производстве xylitol штаммом Petromyces albertensis скорость преобразования xylitol достигла пика при концентрации xylose 100 г/л и начала снижаться более чем на 150 г/л. Это может быть связано с воздействием осмотического давления на клетки или негативным воздействием субстрата на D-xylose метаболический фермент.

2.3 источник азота

Источник азота и скорость аэрации очень важны для производства ксилитола некоторыми дрожжевыми штаммами. В городе бревер' дрожжи, путь пентофосфата регулируется азотом, и было установлено, что соли аммония могут стимулировать окислительный путь пентофосфата. Деокси 6- фосфод-глюкозы, как правило, подавляется надф. В P. tannophilus связывание солей аммония стимулировало рост, уменьшило ингибирование надф 6- фосфод-глюкозы и, следовательно, повысило активность пентофосфатного пути. Источники органического азота могут увеличить выход ксилитола C. shehatae.

Сравнение восьми источников неорганического азота и четырех источников органического азота показало, что соли аммония являются наилучшими источниками неорганического азота, а дрожжевой экстракт-лучшим источником органического азота. При использовании этих двух источников азота коэффициенты преобразования ксилитола составляли 16. 7г/л и 30,6г/л, соответственно. Haritsu et al. использовали 3, 10 и 20 г/л дрожжевого экстракта в качестве источников азота, соответственно, и обнаружили, что скорость производства xylitol составила 1,78 г /(л · ч) при концентрации дрожжевого экстракта 20г/л, скорость аэрации (90% кислорода) составила 400 мл/мин, а начальная концентрация xylose составила 100 г/л, скорость производства xylitol составила 1,78 г /(л · ч), достигнув максимального значения. В штаммах пичи образование полиолов в значительной степени зависит от соотношения углерода и азота, и этот штамм производит больше полиолов в низкоазотной среде, чем в высокоазотной среде.

2.4 прочие сахара в среде

Добавление глюкозы в субстрат контрпродуктивно влияет на производство xylitol путем ферментации xylose дрожжами. Например, глюкоза препятствует использованию xylose Candida и Schizosaccharomyces. Это в основном потому, что эти виды ассимилируют глюкозу, манносовой нос и галактозу быстрее, чем ксилоза. Эти гексасы в основном используются для роста дрожжевых клеток, и только небольшое количество соответствующих полиолов накапливается. Ингибиторное воздействие глюкозы на потребление ксилозы достигает максимума только через очень короткое время. Как только концентрация глюкозы снижается до определенного значения, преобразование xylose возобновляется немедленно. Этот короткий переходный период и быстрое восстановление поглощения ксилозы указывают на то, что регулирующий механизм не является ингибирующим действием метаболических продуктов. Этот вывод также подтверждает мнение о Том, что в условиях, богатых глюкозом, основным фактором регулирования перевозки xylose является ингибирование, а не отключение и блокировка.

Когда штамм Кандида парапсилоза использовался для ферментации глюкозы и ксилозы смеси, было обнаружено, что глюкоза была впервые потреблена. Причина, по которой производство ксилитола не сокращается, когда содержание глюкозы ниже 5 г/л, заключается в Том, что глюкоза метаболизируется аэробиологически и не производит этанола. Однако, когда содержание глюкозы превышает 5 г/л, избыток метаболизируется анаэробным путем для производства этанола. Эта реакция является редукционной реакцией, так же, как снижение ксилозы к ксилитолу, и оба конкурируют за потенциал редокса, что приводит к сокращению производства ксилола.

Кадида гиллермомдии была оценена на способность ферментировать нексиловые сахара, такие как глюкоза, манносовой, галактозы и арабинозы, которые часто присутствуют в гемицеллюлозных гидролизатах. Было установлено, что эти микроорганизмы могут быстро ферментировать и использовать эти сахара. Тем не менее, они используют их только для роста клеток и производства этанола, и соответствующие полиолы из этих сахаров не встречаются в культуре.

2.5 pH и температура

Различные микроорганизмы имеют различные оптимальные первоначальные значения pH. Оптимальное значение pH для штамма D. hansenii составляет 5,5, для штамма Candida (Candida SPP.) 4-6, для C. паразитоза 4,5-5, для C. guilliermondii 6,0 и для C. boidinii - 7. Оптимальный pH для роста P. tannophilus - 8, а оптимальный pH для ферментации C. tropicalis - 4. Производство продукции зависит от pH. например, когда с. шехатае выращивался путем ферментации fed- партии, производство ксилитола достигло максимального значения при наименьшем измеренном pH, а производство этанола и ксилитола достигло максимального значения pH 4. 5, уровень производства этанола и ксилитола достиг максимума. Когда к. гиллиермондии ферментировала гидролиз рогассы, активность редуктазы ксилозы была наибольшей при pH 4.0-6.0, в то время как активность дегидрогеназы ксилола увеличивалась с увеличением pH и температуры.

Дрожжи могут производить xylitol в диапазоне от 24 до 45 градусов, а нормальный оптимальный температурный диапазон от 28 до 30 градусов. Когда температура повышается с 30 до 37 градусов, производство ксилитола п. таннофила снижается, и происходит накопление ацетальдегида. Максимальный рост C. guilliermondii происходит при 35°C, а максимальная концентрация xylitol и скорость преобразования продукта достигается при 30-35 °C.

Ссылка на сайт

[1] карла джей с. - м. Силва,Ins c. Роберто,process Biochemistry,36:11191124,2001

[2] чэнь, л. - ф. * * * * Гонг, к. - с. По теме, журнал О"  - продукты питания Наука,50:226 ~ 228,1985

[3] домингес, дж. - м. Гонг, к. - с. * * * * - тсао, джи. - ти. - привет. , прикладная биохимия и биотехнология,63-65:117 ~ 127,1997

[4] жирио, ф. - м. - росейро, джей. C.,Si-мачадо,p. , дуарте-рейс, э. - р. * * * * Амарал-коллако, м. - ти. - привет. , фермент микробиологии технологии,16: 1074 ~ 1078,1994

[5] гонг, к. - с. Чен, л. - ф. * * * * - тсао, джи. - ти. - привет. , биотехнологические письма,3: 125 ~ 30,1981

[6] hahnh ·a·Gerdal,B. , джеппсон, эйч. Ског, к. - привет. * * * * Приор, б. - A. ,En- zyme Microbiology Technology,16:933 ~ 943,1994

[7] джинсы  В чем дело?  Параджи 6, эрминия домингес * * * * Jos6 Manuel dominгес,Bioresource technology,65:191 ~ 201,1998

[8] юар  В чем дело?  Парей6, эрминия домингес & Jos6 Manuel dominгес,Bioresource technology,65:203 ~ 212,1998

[9] юань  В чем дело?  Paraj6,Herminia dominгеса &Jos6 Manuel dominгеса,Bioresource technology,66:25 ~ 40,1998

[10] ким, с. - Y. - ким, джей. - эйч. * * * * - о, ди. K., журнал О"  Ферментация биоинженерия,83:267 ~ 270,1997

[11] мейриал,V. - делгенс, джей. П. Молетта, р. * * * * - наварро, джей. - м. , биотехнологические письма,13:281 ~ 286,1991

[12]Nolleau,V. Презиози-белой, л. - делгенс, джей. П. И - наварро, джей. - м. , современная микробиология,4:417 ~ 423,1995

[13]Nolleau,V. Презиози-белой, л. * * * * - наварро, джей. - м. , биографические письма,4:417 ~ 423,1995

[14] оджамо, эйч. Начинаются с h (0) xylose  Обмен веществ И производства ксилитола, центр технических исследований финляндии. VTT publications, эспо, финландия.

[15] Пунам нигам & Dalel sinGh,process Biochemistry,30(2):117124,1995

[16] тонарт, п. G6mez,J. , фукарт, м. * * * * - пако, м. В области медицины Fac- улти лэндбо. Rijksuniversitat Gent,52:1517 ~ 1528,1987

[17] вандеска, э. , амарти, с. , кузьманова, с. * * * * - джеффрис, ти. ,world Журнал по темеo" Микробиология и биотехнология,11:213 ~ 218,1995

[18] вандеска, э. , кузьманова, с. * * * * - джеффрис, ти. Ч. : м.  Journal  O "Fer- mentation Bioengineering,80:513 ~ 516,1995

[19]VonGsuvanlert,V. * * * * Тани, ты где? По теме, журнал O "ферментация" Bioengi- ниринг,67:35 ~ 39,1989

[20] чжан H R, He C X, Liang X Y et al. Acta Bioeng Biotech. 16(3): 304-307, 2000

[21]Huai Wenhui, He Xiuping, Zhang Borun, Bulletin of Microbiology, 27(1): 66 ~ 69, 2000

[22]Feng Jie, Zhang Liping, Huang Xuesong, Food and Fermentation Industry, 27(3): 66 ~ 70, 2000